体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响

Chinese Journal of Tissue Engineering Research September 9, 2016 Vol.20, No.37

www.CRTER.org

·研究原著·

体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 左 伟，高福强，李配瑶，孙 伟，李子荣，时令军(中日友好医院骨科，北京市 100029)

引用本文：左伟，高福强，李配瑶，孙伟，李子荣，时令军. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响[J].中国组织工程研究，2016，20(37):5504-5510.

DOI: 10.3969/j.issn.2095-4344.2016.37.005 ORCID: 0000-0002-1483-1302(左伟)

文章快速阅读：

体外震波对股骨头骨微血管内皮细胞成血管能力、迁移能力及抗凋亡作用的影响 低能流密度组：体外震波能流密度 0.03 mJ/mm2，分别作用400次和800次。 检测指标： ⑴内皮细胞成血管能力； ⑵内皮迁移能力； 高能流密度组：体外震波能流密度 ⑶流内皮细胞凋亡情况。 0.11 mJ/mm2，分别作用400次和800次。 体外分离培养人股骨 头骨微血管内皮细胞 文题释义：

能流密度：是在一定空间范围内，单位面积(如平方米)所能取得的或单位质量(如kg)能源所能产生的某种能源的能量或功率，是评价能源的主要指标之一。

体外震波：作为一种特殊类型的外源性物理作用信号，通过刺激、激活内皮细胞上机械力学信号感受器，继而进一步激活细胞内特殊信号传导系统，内皮细胞基因表达，而对内皮细胞生理功能产生影响。

摘要

背景：体外震波作为一种特殊类型的外源性物理作用信号，通过刺激、激活内皮细胞上机械力学信号感受器，激活细胞内特殊信号传导系统，内皮细胞基因表达，对内皮细胞生理功能产生影响。 目的：观察不同能流密度及作用次数体外震波对股骨头骨微血管内皮细胞成血管能力、迁移能力及抗凋亡作用的影响。

方法：从关节置换患者股骨头获取股骨头骨松质，分离、培养、传代培养股骨头骨微血管内皮细胞。通过血管性血友病因子、CD31血管内皮细胞标记物抗体进行免疫荧光鉴定。根据体外震波不同能流密度(低0.03 mJ/mm2，高0.11 mJ/mm2)及不同作用次数(400次，800次)对细胞进行分组。通过细胞3D培养实验观察内皮细胞成血管能力，划痕实验观察内皮迁移能力，流式细胞仪检测内皮细胞凋亡情况。 结果与结论：①从股骨头松质骨中分离、培养出的细胞均能表达血管性血友病因子、CD31，表明这些细胞具有血管内皮细胞的特征，阳性率接近100%；②体外震波作用于股骨头骨微血管内皮细胞提高其体外成血管能力及迁移能力，低能流密度组促进成血管能力和细胞迁移能力显著优于高能流密度组，高能流密度组内随着作用次数的增加促成血管能力下降；③对于激素诱导股骨头骨微血管内皮细胞凋亡有保护作用；④结果说明，体外震波对股骨头骨微血管内皮细胞生理功能的影响与作用能流密度及作用次数相关。 关键词：

组织构建；血管内皮细胞；体外震波；骨微血管内皮细胞；成管实验；划痕实验；流式细胞凋亡实验

主题词：

物理治疗技术；微血管；内皮细胞；组织工程

5504

P.O. Box 10002, Shenyang 左伟，男，1991年生，

江西省丰城市人，汉族，北京大学在读硕士，主要从事骨科研究。

并列第一作者：高福强，男，1983年生，山东省潍坊市人，北京大学医学部毕业，博士，主要从事股骨头坏死的基础与临床研究。

通讯作者：孙伟，博士，副教授，中日友好医院骨科，北京市 100029

中图分类号:R318 文献标识码:A 文章编号:2095-4344 (2016)37-05504-07 稿件接受：2016-06-16

www.CRTER.org

110180

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响

Zuo Wei, Studying for master’s degree Department of

Orthopedics, China-Japan Friendship Hospital, Beijing 100029, China

Gao Fu-qiang, M.D., Department of

Orthopedics, China-Japan Friendship Hospital, Beijing 100029, China

Zuo Wei and Gao Fu-qiang Contributed equally to this work.

Corresponding author: Sun Wei, M.D., Associate professor, Department of Orthopedics, China-Japan Friendship Hospital, Beijing 100029, China

www.CRTER.org

Impact of extracorporeal shock waves on physiological function of bone microvascular endothelial cells

Zuo Wei, Gao Fu-qiang, Li Pei-yao, Sun Wei, Li Zi-rong, Shi Ling-jun (Department of Orthopedics, China-Japan Friendship Hospital, Beijing 100029, China)

Abstract

BACKGROUND: Extracorporeal shock wave has been shown to influence the physiological function of endothelial cells via the activation of mechanoreceptors and specific signal transduction system, and gene expression regulation.

OBJECTIVE: To explore the impact of different energy flow densities and numbers of shots of

extracorporeal shock waves on the new vessel formation ability, migration capability and apoptosis of bone microvascular endothelial cells.

METHODS: Bone microvascular endothelial cells isolated from the femoral head of patients undergoing arthroplasty were subcultured in vitro, and then were immunofluorescently evaluated with endothelial cell marker antibodies to CD31 and von Willebrand factor (vWF), and grouped according to different energy flow densities (low, 0.03 mJ/mm2; high, 0.11 mJ/mm2) and numbers of shots (400 and 800). Capillary-like tube formation, migration capability and apoptosis of bone microvascular endothelial cells were determined by 3-D culture in vitro, scratch test, and flow cytometry, respectively.

RESULTS AND CONCLUSION: vWF and CD31 were positively expressed in approximately 100% of bone microvascular endothelial cells, which indicates the cultured cells had characterization of microvascular endothelial cells. Extracorporeal shock wave enhanced angiogenesis and migration capability of bone microvascular endothelial cells derived from the femoral head, and especially

low-energy flow density of extracorporeal shock wave exerted more superior effects. Angiogenesis of bone microvascular endothelial cells was decreased with the increased shot number in the low-energy flow density group. In addition, extracorporeal shock wave inhibited bone microvascular endothelial cell apoptosis induced by steroids. Our results suggest that energy flow density and number of shots of extracorporeal shock waves impact the physiological function of bone microvascular endothelial cells derived from the femoral head.

Subject headings: Physical Therapy Modalities; Microvessels; Endothelial Cells; Tissue Engineering

Cite this article: Zuo W, Gao FQ, Li PY, Sun W, Li ZR, Shi LJ. Impact of extracorporeal shock waves on physiological function of bone microvascular endothelial cells. Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu. 2016;20(37):5504-5510.

0 引言 Introduction

股骨头缺血性坏死是骨科常见、多发性疑难疾病。报道表明在未经有效治疗的患者，随着病程的进展在1-5年内将发生股骨头塌陷[1-3]，最终只能行关节置换手术。而近年来随着对其认识的加深及诊疗技术的进步，一些骨坏死早期的患者越发多见。体外震波是近年来用于辅助治疗早期骨坏死的常用治疗手段[4-8]，然而其治疗股骨头坏死的原理至今尚未阐明。既往诸多研究表明骨微血管内皮细胞在股骨头坏死发生、发展中扮演重要作用，发生坏死股骨头均存在不同程度的骨微血管内皮细胞功能异常，导致股骨头骨质血运异常[9-11]，因此探索体外震波对于内皮细胞功能的影响具有重要意义。既往诸多研究通常使用脐静脉内皮细胞作为常规研究对象，然而不同器官部位内皮细胞尤其自身功能及结构特异性[12]，股骨头骨微血管内皮细胞是股骨头骨内微环境网络的重要组成部分，其生理功能的变化直接影响股骨头

ISSN 2095-4344 CN 21-1581/R CODEN: ZLKHAH

骨内微环境的稳定[13]。实验首次使用从股骨头松质骨分离、培养的股骨头骨微血管内皮细胞作为实验细胞，初步探索了体外震波对于股骨头骨微血管内皮细胞生理功能的影响。

1 材料和方法 Materials and methods

1.1 设计 细胞功能学观察实验。

1.2 时间及地点 于2015年3至8月在中日友好医院临床研究所完成。

1.3 材料 股骨头骨松质取自于2015年3至5月于中日友好医院行关节置换患者股骨头。

取材纳入标准：外伤性股骨颈及转子部骨折、髋关

节骨性关节炎、先天性髋关节发育不良继发骨性关节病。

取材排除标准：股骨头无菌性坏死、强直性脊柱炎、

类风湿性关节炎、累及髋关节的、血友病髋关节病变、

5505

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 髋关节结核、化脓性感染、以及髋关节周围肿瘤等患者。

共取股骨头标本10例，其中股骨颈骨折6例，股骨转子间骨折3例，1例先天性髋关节发育不良继发骨性关节炎。所有患者对实验知情同意，并签署知情同意书。

体外震波实验用主要试剂及仪器： 试剂及仪器 来源

体外震波仪 德国多尼尔公司 CO2培养箱 GalaxyR，Eppendorf 倒置相差显微镜 Olympus IX71

3K3O型低温高速离心机 美国Sigma- Aldrich公司

胎牛血清

浙江天杭生物 M199 内皮细胞培养基 美国Hyclone BD Matrigel基质胶 美国BD公司

1.4

实验方法

1.4.1 股骨头骨微血管内皮细胞的分离与传代培养 在无菌条件下将用咬骨钳将股骨头标本松质咬成碎骨，然后将碎骨放入肝素化的内皮细胞培养管中，使用预热的HBSS液反复多次冲洗，去除油脂及细碎骨质。向冲洗干净的松质骨中加入培养基及Ⅰ型胶原酶(浓度至1.5%-2%)，放入37 ℃水浴中静置6-8 h后向其中加入胰蛋白酶(0.25%)-EDTA(0.53 mmol/L)消化液(终浓度至胰蛋白酶为0.1%，EDTA终浓度为0.2 mmol/L)，放入37 ℃水浴中10 min。用过滤筛滤除油脂及骨渣并收集细胞液。

将收集得到细胞悬液置于20 ℃ 2 000 r/ min中离心10 min。将离心得到沉底细胞混匀于10 mL配置好的完全性内皮细胞培养基中(配比成分：M199 培养基， 100 U/ mL青霉素，含100 mg/L链霉素，体积分数20%胎牛血清，40 U/ mL肝素，10 μg/ L血管内皮细胞生长因子)，得到悬液接种于2%明胶包被的培养皿当中，置于37 ℃和体积分数5%CO2环境培养箱中。进行传代培养时须再次加入胰蛋白酶(终浓度0.1%)和EDTA(终浓度0.2 mmol/L)进行消化处理5 min，加入M199内皮细胞培养基并收集细胞液置于离心10 min，接种至2%明胶包被的细胞培养皿内传代。方法参照文献[14]。

1.4.2 股骨头骨微血管内皮细胞的鉴定 选取血小板- 内皮细胞黏附分子1(PECAM-1/CD31)和血管性血友病因子作为作为生化标记物[15-16]。取3代细胞接种于明胶包被的6孔板内，培养孔内放置有无菌盖玻片，待盖玻片上细胞覆盖率达50%以上时取出，使用磷酸盐缓冲液清洗后使用40 g/L多聚甲醛固定，使用0.1%三重氢核

5506

www.

CRTER.org

(Triton)孵育后体积分数10%胎牛血清封闭1 h，加入一抗4 ℃过夜，磷酸盐缓冲液冲洗后加入异硫氰酸荧光素(fluorescein isothiocyanate，FITC)标记的Ⅱ抗和Hoechst33342。以同型抗体的一抗作为阴性对照。 1.4.3 实验分组和样品处理 选择上述原代培养的骨微血管内皮细胞，传代3次后平均分到5个直径6 cm培养皿内，在37 ℃，体积分数5%CO2的培养环境中生长至70%-80%细胞融合，随机分为实验组和对照组。

实验组根据不同能流密度：低0.03 mJ/mm2(E1)、高 0.11 mJ/mm2(E2)，及不同作用次数：400次、800次，分为4小组，分次进行细胞体外成管能力实验及细胞迁移实验。当行凋亡保护实验时细胞平均分为6组，对照组当中增加激素对照组。

1.4.4 体外成管实验 在经设定参数体外震波作用后，将细胞铺于铺有Matrigel(BDBiosciences)的24孔板上，每孔铺胶60 μL，每孔接种的细胞数为5×104。后将其放入37 ℃、体积分数5%CO2环境的培养箱中培养，后分别在2，4，8，12 h于共聚焦显微镜下观察成管情况，并于12 h拍照记录成管像。

1.4.5 细胞迁移实验 在经设定参数体外震波作用后，内皮细胞行划痕实验。用marker笔在6孔板背后，用直尺比着，均匀得划横线，每隔0.5-1.0 cm一道，横穿过孔。每孔至少穿过5条线。用头比着直尺，尽量垂至于背后的横线划痕，头要垂直，不能倾斜。用PBS洗细胞3次，去除划下的细胞，加入无血清培养基。放入37 ℃体积分数5% CO2培养箱培养。24 h后取样拍照。 1.4.6 流式细胞术检测细胞凋亡 原代培养的骨微血管内皮细胞培养传代3次，在经设定参数体外震波作用

后，继续培养72 h后加入低剂量(0.1 g/L)氢化可的松[17]，再培养24 h诱导骨微血管内皮细胞损伤。收获细胞后以4 ℃预冷的流式细胞液(含体积分数2%牛血清白蛋白的PBS)洗细胞2次制成单细胞悬液。调整细胞浓度至 5×109 L-1，取100 μL细胞悬液加入5 μL的Annexin-FITC (eBioscience)和10 μL的20 ng/L碘化丙啶(propidium iodide，PI)溶液，混匀后室温避光孵育15 min，用流式细胞液洗3次后再加入500 μL流式细胞液，流式细胞仪检测荧光强度。

用Coulter的流式分析软件分析活细胞、早期凋亡细胞、晚期凋亡和坏死细胞比例并进行分析。

1.5 主要观察指标 ①细胞培养结果；②体外成管实验结果；③骨微血管内皮细胞迁移能力；④激素诱导损伤后细胞凋亡比例和存活比例。

P.O. Box 10002, Shenyang 110180 www.CRTER.org

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 www.CRTER.org

图1 细胞培养结果(×100)

成形管腔数量(个) 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0

对照组 E1 400 E2 400 E1 800 E2 800

Figure 1 Subculture of bone

microvascular endothelial cells (×100)

图注：骨微血管内皮细胞成“铺路石”状排

图3 体外震波作用后各组细胞成管结果

Figure 3 Quantification of capillary-like tube formation by bone microvascular endothelial cells induced by extracorporeal shock waves 图注：E1 400次组、E1 800次组及E2 400次组成管数量明显高于对照组。E1：0.03 mJ/mm2，E2：0.11 mJ/mm2

列。

A B C D E

Figure 2 Capillary-like tube formation by bone microvascular endothelial cells induced by extracorporeal shock waves (×100) 图注：图A为E1 400次组；B为E2 400次组；C为E1 800次组；D为E2 800次组；E为对照组。E1 400次组、E1 800次组及E2

400次组成管数量明显高于对照组。E1：0.03 mJ/mm2，E2：0.11 mJ/mm2。

图2 体外震波作用后细胞成管(×100)

A

F

B C D E

图4 体外震波对于骨微血管内皮细胞迁移能力的影响(×100)

Figure 4 The impact of extracorporeal shock waves on the migration capability of bone microvascular endothelial cells (×100)

图注：图A，F示E1 400次组体外震波作

G

H

I

J

用后细胞迁移；B，G示E2 400次组体外震波作用后细胞迁移；C、H示E1 800次组体外震波作用后细胞迁移；D、I示E2 800次组体外震波作用后细胞迁移；E、J示对照组细胞迁移。E1：0.03 mJ/mm2，E2：0.11 mJ/mm2。

图5 体外震波作用后各组细胞凋亡分布

Figure 5 Bone microvascular endothelial cell apoptosis measured by flow cytometry in each group

图注：图A为对照组；B为E1 400次组；C为E1 800次组；D为E2 400次组；E为E2 800次组。

ISSN 2095-4344 CN 21-1581/R CODEN: ZLKHAH

5507

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 表1 各组细胞24 h时的划痕修复比 (x_

±s)

Table 1 Scratch test results of each group at 24 hours

组别 划痕修复比 E1 400 次组

0.84±0.08a E1 800次组 0.78±0.03 E2 400次组

0.41±0.06 E2 800

次组 0.37±0.05 无体外震波对照组

0.45±0.09

a

表注：与E1 800次组和对照组相比，细胞迁移能力增强(P < 0.05)。

1.6 统计学分析 采用SPSSl9.0软件进行统计分析。均数比较采用非配对t 检验或者方差分析。当P < 0.05为差异有显著性意义。

2 结果 Results

2.1 细胞培养结果 培养1周后呈现典型的“铺路石”状(图1)。此时可行传代培养，传代培养细胞形态相对一致，呈现长条、多角状。使用免疫组织化学染色法检测细胞血管性血友病因子及CD31表达情况，在荧光显微镜下观察见细胞表达血管性血友病因子及CD31接近100%，表明这些细胞为内皮细胞。

2.2 体外成管实验结果 5组细胞成管数量比较，差异有显著性意义(P < 0.05)。组间两两相比较，E1 400次组、E1 800次组及E2 400次组成管数量明显高于对照组(P < 0.05)。E2 800次组与对照组相比成管数差异无显著性意义(P > 0.05)。E1 400次组与E1 800次组间差异无显著性意义(P > 0.05)。E2 400次组与E2 800次组间差异有显著性意义(P < 0.05)。E1 400次组及E1 800次组均与E2 400次和E2 800次组间差异有显著性意义 (P < 0.05)，见图2和图3。

2.3 划痕检测体外震波对于骨微血管内皮细胞迁移能力的影响 在0 h时5组镜下均显示边缘整齐的划痕。 24 h时5组细胞迁移能力比较，差异有显著性意义(F=45.48，P < 0.05)。组间两两相比，E1 400次组与E1 800次组与对照组相比，细胞迁移能力增强，差异有显著性意义(P < 0.05)。E2 400次组与E2 800次组与对照组相比，差异无显著性意义(P > 0.05)，见表1和图4。

2.4 激素诱导损伤后细胞凋亡比例和存活比例 激素诱导前使用E1 400次组作用于细胞，早期凋亡细胞比例下降(P < 0.05)，晚期凋亡及坏死比例下降(P < 0.05)，活细胞比例上升(P < 0.05)；激素诱导前使用E1 800次组作用于细胞，早期凋亡细胞比例为与对照组比较差异

5508

www.

CRTER.org

表2 激素诱导损伤后各组细胞凋亡比例和存活比例 (%)

Table 2 The impact of extracorporeal shock waves on steroids-induced bone microvascular endothelial cell apoptosis

组别 早期凋亡比例 晚期凋亡比例 活细胞比例 对照组 23.04 26.71 47.69 E1 400次组 13.79a 13.80a 69.30a E1 800次组 19.92 14.92a 62.85a E2 400次组 22.29 20.68a 55.44 E2 800次组

20.83

22.63

.41

表注：

E1 400次组早期凋亡细胞比例和晚期凋亡及坏死比例显著 下降，活细胞比例上升；E1 800次组晚期凋亡比例显著下降，活 细胞比例上升；E2 400次组晚期凋亡及坏死显著下降。与对照组

比较，aP < 0.05。

无显著性意义(P > 0.05)，晚期凋亡比例显著下降(P < 0.05)，活细胞比例上升(P < 0.05)。

E2 400次组早期凋亡及活细胞比例与对照组比较差异无显著性意义(P > 0.05)，晚期凋亡及坏死显著下降(P < 0.05)；E2 800次组早期凋亡、晚期凋亡及坏死以及活细胞比例与对照组比较差异均无显著性意义 (P > 0.05)，见表2，图5。

3 讨论 Discussion

内皮细胞生理功能不仅受到复杂的生化内环境的影响，且持续受到血流动力所带来的持续力学刺激[18-21]。体外震波作为一种特殊类型的外源性物理作用信号，通过刺激、激活内皮细胞上机械力学信号感受器，继而进一步激活细胞内特殊信号传导系统，内皮细胞基因表达，而对内皮细胞生理功能产生影响[22-24]。 3.1 体外震波促进股骨头骨微血管内皮细胞体外成管能力 国内外诸多报道表明，体外震波可促进内皮细胞的体外成管能力。然而对于不同能流密度及不同作用次数对于体外成管能力的影响尚未有统一认识。Zhang 等[25]报道利用低能量(0.012 mJ/mm2)1 000次体外震波作用于人脐静脉内皮细胞，可显著促进其体外成管能力，并提出其可能与体外震波激活内皮细胞的特异机械感受器，从而促进了成血管因子分泌增加相关。Nishida等[26]提出使用高能量(0.09 mJ/mm2)500次作用于人脐静脉内皮细胞，可显著促进细胞体外成管能力。但上述研究并未做不同能流密度及不同作用次数的对照研究。而Sansone等[27]首次比较了不同能流密度及作用对成管能力的影响，其结果表明，当使用低能流密度 (0.012 mJ/mm2) 200次时体外震波促进体外成管能力

P.O. Box 10002, Shenyang 110180 www.CRTER.org

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 最为明显，且随着作用次数的增加并未进一步促进体外成管。

作者研究表明，在使用低能流密度(0.03 mJ/mm2)体外震波作用于可显著促进股骨头骨微血管内皮细胞的体外成管能力，而不同作用次数组(400次、800次)之间促进成管能力并无统计学差异。并且研究表明低能流密度组(0.03 mJ/mm2)促进成管能力显著优于高能流密度组(0.11 mJ/mm2)，在高能流密度组内随着作用次数的增加促成管能力下降。

3.2 体外震波促进股骨头骨微血管内皮细胞迁移能力 此次实验使用划痕实验验证体外震波对股骨头骨微血管内皮细胞迁移能力的影响。结果表明低能流密度 (0.03 mJ/mm2)400次组及800次组显著促进细胞迁移能力，但组间结果并无统计学差异。且低能流密度组(0.03 mJ/mm2)促进细胞迁移能力明显优于高能流密度组(0.11 mJ/mm2)。并且高能流密度组(0.11 mJ/mm2)组与对照组相比未有统计学差异，表明高能流密度组并不能促进体外细胞的迁移能力。此前Zhang等[25]研究结果表明在使用高能流密体外震波可显著促进体外脐静脉内皮细胞的迁移能力，此间差异可能与所用细胞不同有关，有待进一步相关试验验证。

3.3 体外震波保护细胞凋亡作用 当前诸多研究显示股骨头微循环障碍是股骨头坏死发病的主要机制。其中股骨头骨微血管内皮细胞损伤和凋亡被认为是激素性股骨头血液循环障碍的始动因素和关键环节[28]。此前研究建立了低剂量激素诱导骨微血管内皮细胞凋亡模型[29]。通过使用低剂量激素诱导骨微血管内皮细胞模型，结果表明当使用E1(0.03 mJ/mm2)400次组体外震波干预时细胞早期、晚期及总凋亡细胞数量减少，活细胞增多，提示此能流密度及作用次数的体外震波干预能够保护激素诱导的骨微血管内皮细胞凋亡，且与E1(0.03 mJ/mm2) 800次组结果并无统计学差异，提示在此能流密度等级体外震波作用下，其作用次数的增加对内皮细胞的生理功能影响无正相关作用。而

E2(0.11 mJ/mm2)400

次组

与800次组结果与激素对照组结果并于统计学差异，提示使用高能流密度体外震波干预无保护内皮细胞凋亡作用。

综上实验结果表明，E1(0.03 mJ/mm2)体外震波能够显著提高股骨头骨微血管内皮细胞的成管及迁移能力，并且能够有效保护激素诱导所致的细胞凋亡，且E1(0.03 mJ/mm2)体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响与其作用次数无正相关性。而在研究中E2组

ISSN 2095-4344 CN 21-1581/R CODEN: ZLKHAH

www.CRTER.org

(0.11 mJ/mm2)体外震波并未表现出对股骨头骨微血管内皮细胞生理功能的影响，推测可能与高能流密度的机械刺激对内皮细胞的损伤作用相关，其具体原因有待进一步研究。

作者贡献：设计为第一作者和通讯作者，实施为全体作者，评估为通讯作者和第一作者，第一作者成文。

利益冲突：所有作者共同认可文章内容不涉及相关利益冲突。

伦理问题：试验方案已经患者及家属知情同意。 文章查重：文章出版前已经过CNKI反剽窃文献检测系统进行3次查重。

文章外审：文章经国内小同行外审专家双盲外审，符合本刊发稿宗旨。

作者声明：第一作者对研究和撰写的论文中出现的不端行为承担责任。论文中涉及的原始图片、数据(包括计算机数据库)记录及样本已按照有关规定保存、分享和销毁，可接受核查。

文章版权：文章出版前杂志已与全体作者授权人签署了版权相关协议。

4 参考文献 References

[1] Mont MA, Zywiel MG, Marker DR,et al. The natural

history of untreated asymptomatic osteonecrosis of the femoral head: a systematic literature review. J Bone Joint Surg Am. 2010;92(12): 2165-2170. [2] Lee MS, Hsieh PH, Shih CH, et al. Non-traumatic

osteonecrosis of the femoral head - from clinical to bench. Chang Gung Med J. 2010;33(4):351-360. [3] Mont MA, Ragland PS, Etienne G. Core

decompression of the femoral head for osteonecrosis using percutaneous multiple small-diameter drilling. Clin Orthop Relat Res. 2004;(429):131-138. [4] Wong T, Wang CJ, Hsu SL,et al. Cocktail therapy for

hip necrosis in SARS patients. Chang Gung Med J. 2008;31(6): 6-553.

[5] Wang CJ, Ko JY, Chan YS, et al. Extracorporeal

shockwave for hip necrosis in systemic lupus erythematosus. Lupus. 2009;18(12): 1082-1086. [6] Lin PC, Wang CJ, Yang KD, et al. Extracorporeal

shockwave treatment of osteonecrosis of the femoral head in systemic lupus erythematosis. J Arthroplasty. 2006. 21(6): 911-915.

[7] Ludwig J, Lauber S, Lauber HJ,et al. High-energy

shock wave treatment of femoral head necrosis in adults. Clin Orthop Relat Res. 2001;(387):119-126.

5509

左伟，等. 体外震波对骨微血管内皮细胞生理功能的影响 [8] Yin TC, Wang CJ, Yang KD,et al. Shockwaves

enhance the osteogenetic gene expression in marrow stromal cells from hips with osteonecrosis. Chang Gung Med J. 2011;34(4):367-374.

[9] Starklint H,Lausten GS,Arnoldi CC.Microvascular

obstruction in avascular necrosis.

Immunohistochemistry of 14 femoral heads. Acta Orthop Scand. 1995;66(1):9-12.

[10] Kang P, Shen B, Yang J, et al. Circulating

platelet-derived microparticles and

endothelium-derived microparticles may be a potential cause of microthrombosis in patients with

osteonecrosis of the femoral head. Thromb Res. 2008; 123(2): 367-373.

[11] Wang S, Aurora AB, Johnson BA, et al. The

endothelial-specific microRNA miR-126 governs vascular integrity and angiogenesis. Dev Cell. 2008; 15(2): 261-271.

[12] Collin-Osdoby P. Role of vascular endothelial cells in

bone biology. J Cell Biochem. 1994; 55(3): 304-309. [13] Laroche M. Intraosseous circulation from physiology to

disease. Joint Bone Spine. 2002; 69(3): 262-269. [14] 路玉峰,俞庆声,郭万首,等.人股骨头骨微血管内皮细胞的

分离培养方法[J].中国骨伤,2014,27(10): 843-847. [15] Hashemipour M, Dehkordi EH, Javanmard SH, et al.

Von Willebrand factor, and soluble intercellular and vascular cell adhesion molecules as indices of endothelial activation in patients with congenital hypothyroidism. Horm Res Paediatr. 2011;76(2): 99-103.

[16] Gregg AJ, Schenkel AR. Cloning and structural

analysis of equine platelet endothelial cell adhesion molecule (PECAM, CD31) and vascular cell adhesion molecule-1 (VCAM-1, CD106). Vet Immunol Immunopathol. 2008;122(3-4): 295-308.

[17] 路玉峰,俞庆声,郭万首,等.糖皮质激素对人股骨头骨微血

管内皮细胞功能的影响[J].中国矫形外科杂志,2015,23 (15): 1400-1405.

[18] Chien S. Mechanotransduction and endothelial cell

homeostasis: the wisdom of the cell. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007; 292(3): H1209-224.

5510

www.CRTER.org

[19] Zaragoza C, Marquez S, Saura M. Endothelial

mechanosensors of shear stress as regulators of atherogenesis. Curr Opin Lipidol. 2012;23(5): 446-452. [20] Conway D, Schwartz MA. Lessons from the

endothelial junctional mechanosensory complex. F1000 Biol Rep. 2012;4:1.

[21] Zeng Y, Tarbell JM. The adaptive remodeling of

endothelial glycocalyx in response to fluid shear stress. PLoS One. 2014; 9(1): e86249.

[22] Reitsma S, Slaaf DW, Vink H, van Zandvoort MA, et al.

The endothelial glycocalyx: composition, functions, and visualization. Pflugers Arch. 2007; 4(3): 345-359.

[23] Davies PF. Hemodynamic shear stress and the

endothelium in cardiovascular pathophysiology. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 2009;6(1): 16-26. [24] Radel C, Rizzo V. Integrin mechanotransduction

stimulates caveolin-1 phosphorylation and recruitment of Csk to mediate actin reorganization. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2005;288(2): H936-945. [25] Zhang X, Yan X, Wang C, et al. The dose-effect

relationship in extracorporeal shock wave therapy: the optimal parameter for extracorporeal shock wave therapy. J Surg Res. 2014;186(1): 484-492. [26] Nishida T, Shimokawa H, Oi K, et al. Extracorporeal

cardiac shock wave therapy markedly ameliorates ischemia-induced myocardial dysfunction in pigs in vivo. Circulation. 2004;110(19): 3055-3061. [27] Sansone V, D' Agostino MC, Bonora C, et al. Early

angiogenic response to shock waves in a three-dimensional model of human microvascular endothelial cell culture(HMEC-1). J Biol Regul Homeost Agents. 2012; 26(1): 29-37.

[28] Okada Y, Tanikawa T, Iida T, et al. Vascular injury by

glucocorticoid; involvement of apoptosis of endothelial cells. Clin Calcium. 2007; 17(6): 872-877.

[29] 王佰亮,李子荣,张念非.糖皮质激素性股骨头缺血坏死的

发病机理与早期干预[J].中国矫形外科杂志,2005,13(24): 12-14.

P.O. Box 10002, Shenyang 110180 www.CRTER.org